antioxidantsgroup

Plant ROS Research


Deja un comentario

Desarrollo de un sistema electrónico “low-cost” para la medida de la fluorescencia de clorofilas en plantas

El grupo de Biotecnología de Frutales está participado de nuevo en la sexta Edición del Proyecto IDIES. El Dr. José A. Hernández (CEBAS-CSIC) ha trabajado en cooperación con el Dr. Juan Suardiaz (Profesor Titular del Departamento de Tecnología Electrónica, UPCT) y los alumnos del IES Alcántara, Jorge Parra García y Jordi Germán Calle León. Su tutora en el IES Alcántara fue la profesora Teresa de Jesús García.

El objetivo final del  proyecto fue el desarrollo de un sistema electrónico de bajo coste basado en Arduino, que permita detectar la emisión de fluorescencia de clorofilas y compararlo con un equipo profesional (IMAGIM-PAM, M-series, Heinz Walz, Effeltrich, Germany).

fluorimetro

caja 1

Arriba: Equipo IMAGIM-PAM, M-series, Walz. Abajo: Prototipo Low-Cost

Hemos comparado el prototipo fabricado (coste aproximado 100 €) con el equipo profesional (30000 €) en plantas sometidas a estrés salino. De forma cualitativa y cuantitativa, su funcionamiento es parecido al equipo profesional cuando las hojas se iluminan con luz roja (660 nm) e infrarroja cercana (850 nm), en relación con los parámetros de quenching no fotoquímico [Y(NPQ), NPQ y qN].

plantas C y 150 mm NaCl

Plantas de guisante usadas en el experimento

La respuesta que produce el equipo “Low-Cost” consiste en la propia fluorescencia de las clorofilas de las hojas. El equipo tiene luces led azules y rojas, cuyas ondas rebotan en las hojas y son de nuevo recogidas por un fotorreceptor colocado justo encima de la fuente de luz. Los datos de este receptor pasan al ordenador en una escala de 0 a 1023 bits, que son los datos que obtenemos, los cuales pueden ser transformados en µmoles de fotones m-2 s-1.

fluorescencia NaCl 150 mM

A la izquierda, resultados obtenidos con el Fluorímetro profesional, donde podemos observar un aumento de los parámetros de quenching no fotoquímico. A la derecha, los resultados numéricos (en bits) obtenidos con el prototipo low-cost.

En conclusión, este trabajo muestra como la técnica de fluorescencia de clorofilas es muy útil para valorar tanto situaciones de estrés abiótico como biótico, pudiendo analizar el efecto de dichos estreses en el cloroplasto, incluso antes de que se observen señales de síntomas en las hojas.

Estos resultados se presentarán en el VI Congreso IDIES, que se celebrará el próximo día 25 de junio de 2019 en el Palacio de Congresos Victor Villegas.

Anuncios


Deja un comentario

¿Se puede considerar el agua oxigenada (H2O2) como una hormona vegetal?

En 1937, Frits Went y Kenneth Thimann, en su libro “Phytohormones” definieron hormona como una sustancia que siendo producida en una parte del organismo, es transferida a otra parte donde produce un efecto fisiológico específico, caracterizándose por la propiedad de servir como mensajeros químicos.

Algunos científicos indicaron que las diferencias entre la acción de una hormona en animales y en plantas es muy grande para usar el mismo término. Las hormonas animales se producen en tejidos específicos (por ejemplo en la glándula pituitaria, en el páncreas etc…), son transportadas por el torrente sanguíneo y actúan en tejidos distantes. Sin embargo, la mayoría de las células vegetales son capaces de producir hormonas, sus mecanismos de transporte son diversos y pueden afectar a cortas y a largas distancias, es decir, en el mismo lugar de producción o en células más distantes. Las hormonas animales son transportadas por la sangre, mientras que las fitohormonas se transportan vía xilema y/o floema.

También existen similitudes en la función de las hormonas en animales y en vegetales: son activas a bajas concentraciones y funcionan como señales químicas, por lo que el término de hormona también se acepta para describir a este tipo de moléculas en plantas. Sin embargo, y para evitar confusiones con animales, se introdujo el término de fitohormona para referirnos a estas sustancias en plantas.

El H2O2 es uno de los metabolitos redox más importante

 A altas concentraciones induce daños oxidativos a macromoléculas biológicas que puede dar lugar a muerte celular. Sin embargo, a bajas concentraciones, el H2O2 puede actuar como una molécula señalizadora y en muchos aspectos se asemeja a una fitohormona.

A diferencia de otras especies reactivas del oxígeno (ROS), el H2O2 es una molécula relativamente estable, con una vida media de milisegundos (ms). Su concentración en tejidos vegetales oscila aproximadamente sobre 1 µmol por gramo de peso fresco en condiciones normales (Cheeseman et al 2006).

En las células vegetales, el H2O2 se produce por diferentes rutas (Fig 1):

Fotorrespiración

Cadenas de transporte electrónico

Reacciones redox

                La mayoría de H2O2 intracelular se produce a partir del Os, en una reacción escalonada en la que el radical superóxido (O2.-) es el intermediario. En situaciones de estrés ambiental, el cloroplasto y la mitocondria generan una elevada producción de O2.-. Este anión es dismutado hasta H2O2 tanto de forma no enzimática, en una reacción dependiente del pH, como de forma enzimática por acción de las superóxido dismutasas (SODs).

En el apoplasto, las NADPH oxidasas y las POXs de clase III de pared celular son también responsables de la formación de H2O2. Las NADPH oxidasas generan O2.- empleando el poder reductor del NADPH citosólico. Posteriormente, el O2.- generado dismuta a H2O2 por acción enzimática de la SOD. La degradación de aminas y poliaminas, por acción de amino oxidasas dependientes de Cu y de poliamina oxidasa, es también fuente de H2O2 en plantas.

                Sin embargo, el principal sitio de generación de H2O2 en las células vegetales es el peroxisoma. Este orgánulo contiene diferentes enzimas que generan H2O2: SOD, amino oxidasa, acil-CoA oxidasa, glicolato oxidasa, uricasa, sulfato oxidasa, aldehído oxidasa, sarcosina oxidasa y xantina oxidasa.

                La β-oxidación de ácidos grasos, vía acil-CoA, genera H2O2.  Este es un proceso importante durante la germinación de semillas que contienen glioxisomas. En tejidos fotosintéticos, la producción de H2O2 en el peroxisoma tiene lugar durante la fotorrespiración (ver https://bit.ly/2ycmlSf), contribuyendo aproximadamente al 70% de la producción total del H2O2 de la célula vegetal.

Esquema 1

Fig. 1. Fuentes de generación de peróxido de hidrógeno

 

Enzimas eliminadoras de H2O2

EL contenido endógeno de H2O2 en células vegetales es mayor que el de células animales o en bacterias. LA acumulación descontrolada de H2O2 puede dar lugar a la generación de radicales hidroxilo mediante una reacción de Fenton (ver https://bit.ly/2PbLRy8). Por ello, es necesario un sistema eficiente  para la eliminación de H2O2 (y de O2.-). En este sentido, las plantas disponen de un eficiente arsenal de defensa frente a las ROS, incluido el H2O2. Las defensas enzimáticas incluyen catalasas, peroxidasas (POXs), ascorbato peroxidasas (APXs), glutatión peroxidasas (GPXs) (ver https://bit.ly/2y04tut). Igualmente, diferentes compuestos no enzimáticos (antioxidantes no enzimáticos) tienen una gran importancia en la eliminación de H2O2 (ver https://bit.ly/2O5DLur).

Transporte

No existe ninguna evidencia del transporte del H2O2 a largas distancias. Sin embargo, al ser la ROS menos reactiva, esta propiedad le permite viajar a las células vecinas o a otros compartimentos celulares y poder así actuar como molécula señalizadora (Winterbourn 2017). En este sentido, si el H2O2 es capaz de escapar de los mecanismos de eliminación (antioxidantes) y si no es reducido a .OH, podría difundir más libremente desde el sitio de generación y alcanzar su posible blanco.

Peroxiporinas: En el año 2000, los investigadores Henzler y Steudle describieron la existencia de una subclase de acuaporina que llamaron peroxiporina implicada en el transporte de H2O2. LAS acuaporinas vegetales son una clase de proteínas transportadoras de agua y de otras moléculas, incluyendo CO2 y nutrientes, cumpliendo una función en el crecimiento y desarrollo vegetal.

Señalización

Está muy demostrado que el efecto del H2O2 depende de su dosis y que a concentraciones bajas actúa como molécula señalizadora. A pesar de que el H2O2 es rápidamente eliminado,  de forma enzimática, dichos mecanismos enzimáticos son menos efectivos a concentraciones muy bajas, del orden de 10 nM, lo que  permite al H2O2 actuar como segundo mensajero (Winterbourn 2017). Las proteínas son un objetivo primario de las ROS y hay dos modos de acción mediante los cuales el H2O2 es percibido: La oxidación de residuos de aminoácidos y la reacción con un intermedio reactivo.

La oxidación directa de residuos cisteinil y de cadenas laterales tiólicas puede actuar como sensor y/o interruptor en la traducción de señales y en la regulación de la actividad enzimática (Cerny et al 2018). Los residuos de cisteína pueden sufrir modificaciones reversibles o irreversibles. Enzimas clave del Ciclo de Calvin y del metabolismo del carbohidratos son oxidados en respuesta a H2O2 (Rubisco, ribulosa-5-fosfato-quinasa, gliceraldehido-3-fosfato deshidrogenasa, transcetolasa, sedoheptulosa-1,7-bifosfatasa…).

La oxidación de residuos de metionina no parece estar relacionada con la señalización del H2O2 pero su primera forma oxidasa, la metionina sulfóxido, es el producto de una modificación postraducional, que puede ser revertida por acción de la metionina sulfóxido reductasa (Cerny et al 2018). Esta enzima aumenta la tolerancia a H2O2, lo que indica que los residuos de metionina podrán tener una función en la respuesta a estrés inducida por H2O2. También se ha demostrado que la actividad GSH-S-transferasa se reduce por la oxidación de metionina (Hardin et al 2009).

Sin embargo, las modificaciones postraduccionales de proteínas inducido por H2O2 no se limita a residuos de cisteína y metionina

Factores de transcripción (FT)

El H2O2 puede interaccionar con diferentes FT favoreciendo tanto su activación como su inactivación. Los factores de HsfA (Heat-Shock Transcription Factors) tienen que formar trímeros para activar genes inducibles por choques térmicos, como la APX. Este mecanismo de trimerización requiere la formación de puentes di-sulfuro intramoleculares que podría estar directamente inducido por el H2O2.

La familia de FT NAC está implicada en procesos de desarrollo y en diferentes procesos biológicos, incluyendo senescencia y respuestas a estrés abiótico.  Muchos genes de esta familia son inducidos por H2O2.

El inhibidor de la ARN polimerasa citosólica se activa por H2O2 a través del sistema tiorredoxina y se transloca al núcleo.

Los FT WRKY30, WRKY53 y WRKY46 se inducen en respuesta a O3 y H2O2. El FT WRKY70 interactúa en la respuesta del FT ZAT7 (una proteína de dedo de Zinc) con el H2O2. El FT ZAT12, que también responde a H2O2, media en la absorción de Fe en respuesta a deficiencias de dicho nutriente (ver en Cerny et al 2018).

El Ca2+ es un segundo mensajero implicado en numerosos procesos en plantas. Muchas respuestas requieren un efecto combinado del H2O2 y el Ca2+. Por ejemplo, la apertura de canales de H2O2 dependientes de Ca. La proteína Calmodulian dependiente de Ca activa la enzima catalasa (eliminadora de H2O2) y una fosforilación dependiente de Ca activa las NADPH oxidasas (que genera O2.- que posteriomente dismuta a H2O2).

Interacción H2O2/Fitohormonas

Diferentes autores han mostrado la existencia de una interacción entre el estado redox celular y las hormonas vegetales. Las ROS, además de mediar rutas relacionadas con estrés, son componentes clave de las redes de señalización de las fitohormonas. En respuesta a diferentes hormonas (ABA, auxinas, brasinoesteriodes, citoquininas, SA , JA, etc…) se ha detectado cambios en los niveles de proteínas relacionadas con el metabolismo del H2O2 y con el estado redox en general. En este sentido se ha descrito cambios en catalasa, SOD, APX, POXs, peroxirredosinas, etc… (revisado en Cerny et al 2018).

Algunas enzimas implicadas en el metabolismo de hormonas generan H2O2, como ocurre con la ABA aldehído oxidasa, auxina aldehído oxidasa, monooxigenasas etc…

Del mismo modo, se ha descrito como el H2O2 actúa sobre el metabolismo de algunas hormonas como el ABA. En este sentido, tratamientos de semillas de guisante con H2O2 reducen los niveles de ABA (Barba-Espín et al 2010). Este efecto está mediado con el aumento de los niveles de expresión del gen CYP707A2, que codifica para la enzima ABA 8′-hidroxilasa, implicada en el catabolismo de ABA (Liu et al., 2010). Sin embargo, la inducción de genes relacionados con el catabolismo del ABA por H2O2 requiere también la participación del NO (Liu et al 2010). Además, estos mismos autores han descrito la mediación del H2O2 en la regulación de genes implicados en la biosíntesis de las GAs (GA 20-oxidasa, GA 3-oxidasa y  GA 2-oxidasa).

La señalización por etileno se induce en respuesta a la acumulación de H2O2 y el receptor del etileno ETR1 puede percibir el H2O2 directamente de una manera independiente de etileno (Desikan et al 2005).

Señalización de la luz

La percepción de la luz azul por criptocromo está acoplada a la producción de H2O2, mientras que el fitocromo B también modula el metabolismo de ROS en raíces vía síntesis y transporte del ABA (Consentino et al 2015 ; Ha et al. 2018).

Germinación

Durante la germinación de semillas la activación del metabolismo aumenta los niveles de producción de ROS, incluyendo el H2O2. La germinación comienza con la absorción de agua por parte de la semilla seca, y termina con la elongación del eje embrionario y la protrusión de la radícula. Durante este proceso, se activa la respiración que proporciona energía, se degradan proteínas de reserva para proporcionar energía y aportar aminoácidos para las nuevas proteínas que se sinteticen, etc…Hay que pensar, que la semilla, en cuanto empiece a tomar agua va a activar su metabolismo en mitocondrias, peroxisomas, glioxisomas, y por tanto empezará a producir ROS. Además, la activación de la NADPH oxidasa también genera O2.- (y por tanto H2O2).

Trabajando sobre el efecto del H2O2 sobre la germinación de semillas de guisante, Barba-Espín et al (2011) propusieron  un modelo, según el cual el H2O2 podría inducir un descenso de ABA en la semilla dependiente de MAPK e inducir la carbonilación de proteínas de reserva, favoreciendo su movilización, y de enzimas glucolíticas, lo que estimularía el ciclo de las pentosas fosfato (Job et al. 2005). La activación de dicho ciclo proporcionaría NADPH para el sistema tiorredoxina, implicado en la germinación y en el desarrollo de plántulas (Lozano et al. 1996). Alternativamente, el H2O2 podría actuar, directa o indirectamente en el embrión alterando el transporte de ABA y/o induciendo un catabolismo de esta hormona, lo que favorecería la germinación. Finalmente, el descenso de ABA podría inducir un descenso en ACC, lo que favorecería la emergencia de la radícula a las 24 h de tratamiento con H2O2  (Fig 2) (Barba-Espín et al., 2011).

esquema modelo H2O2 guisante

Fig 2. Modelo propuesto por Barba-Espín et al (2011) sobre la función clave del H2O2 en la germinación y crecimiento temprano en guisante.

Por ello, un control de los niveles de ROS, por parte de los mecanismos de defensa antioxidantes, va a resultar de gran importancia durante el proceso de germinación (ver https://bit.ly/2QvH1fw).

Desarrollo de raíces

Las auxinas son las hormonas clave en la regulación del crecimiento de la raíz y es conocido que las auxinas median cambios en los niveles de H2O2, promoviendo el crecimiento celular y la formación de raíces laterales (Su et al 2016).

Desarrollo de tallos

El crecimiento y desarrollo de tallos está dirigido por las hormonas auxinas y citoquininas. Las auxinas inducen las POXs de pared celular y la NADPH oxidasa para generar ROS, favorecer el debilitamiento de la pared celular y favorecer la elongación celular (Mangano et al 2017). A su vex, se ha descrito que el H2O2 puede mediar en la dominancia apical y la epinastia foliar (Sandalio et al 2016).

Movimiento de estomas

 El mecanismo de cierre estomático mejor descrito es el mediado por ABA, que actúa en conexión de otras señales como los iones Ca2+, NO, H2O2 y procesos de fosforilación (https://bit.ly/2O7TXeQ). Las células guarda pueden generar H2O2 por diversas vías, incluyendo las actividades enzimáticas amino oxidasa, POXs y NADPH oxidasa. A su vez, esta última proteína está regulada por iones Ca2+ y por procesos de fosforilación mediados por la proteína quinasa OST1. A su vez, la proteína OST1 está regulada por ABA.

El SA SA reduce la conductancia estomática en una forma dependiente de la dosis. Este efecto parece ser dependiente de la generación de ROS ya que la aplicación de enzimas antioxidantes (Catalasa, SOD) suprime este efecto. El cierre estomático inducido por SA era prevenido por tratamientos con salicilhidroxámico, un inhibidor de POXs de pared celular, pero no por DPI (inhibidor de  NADPH oxidasa). Esto sugiere que el cierre de estomas inducido por SA está mediado con la producción de H2O2 debido a las POXs de pared celular (Khokon et al 2011; Miura et al 2013). En este proceso también interviene los iones Ca2+, ya que el tratamiento con un quelante de Ca2+ (EGTA) reduce el efecto del SA en el cierre de estomas (Khokon et al 2011).

Por lo tanto, se puede sugerir que la aplicación de SA podría tener una aplicación práctica en Agricultura con el fin de aumentar la tolerancia de las plantas a condiciones de falta de agua (Hernández et al 2017).

Polinización

El H2O2 y otras ROS tienen una función clave en la navegación de polen y la fusión de gametofitos. Las plantas angiospermas (las que producen verdaderas flores) han desarrollado barreras reproductivas para evitar la autofecundación, conocido como autoincompatibilidad (Serrano et al 2015). Los niveles de H2O2 son elevados durante una reacción incompatible, pudiendo ocasional una muerte celular programada. Sin embargo, en una reacción compatible, los niveles de H2O2 disminuyen en el estigma favoreciendo el desarrollo del tubo polínico. La acumulación de ROS, especialmente la del radical hidroxilo que se genera en gran parte a partir de H2O2, es crucial para la ruptura del tubo polínico y la liberación de células espermáticas (Duan et al 2014).

Maduración de frutos

Huan et al. (2016) propusieron que el H2O2 actúa como una molécula de señalización en la etapa intermedia del desarrollo de frutos de melocotón, actuando como una molécula tóxica importante, ya que estimula el proceso de peroxidación de lípidos y un estrés oxidativo, durante la etapa tardía de la maduración del fruto (Huan et al 2016). Otros autores han observado cambios en el estado redox durante diferentes etapas de la maduración de frutos de tomate encontrando un aumento importante en los contenidos de H2O2 en el denominado punto de ruptura (definido como el cambio de color en el fruto) (Kumar et al 2016). El aumento de H2O2 parece estar regulado por etileno, que se correlaciona con un aumento de la tasa respiratoria y de la producción de ROS (Hurr et al 2013).

Senescencia y Muerte celular

La senescencia es un proceso oxidativo regulado genéticamente que implica una degradación general de las estructuras celulares y las enzimas y la movilización de los productos de degradación a otras partes de la planta. La senescencia se caracteriza principalmente por el cese de la fotosíntesis, la desintegración de las estructuras de los orgánulos, las pérdidas intensivas de clorofila y proteínas y los aumentos dramáticos en la peroxidación lipídica y de la permeabilidad de la membrana. Estos últimos cambios se deben principalmente a un aumento  en la generación de ROS que tiene lugar en los tejidos vegetales durante el proceso de senescencia (del Río et al 1998). En dichos tejidos, el H2O2 puede mediar procesos de muerte celular programada junto con cambios en hormonas relacionadas con estrés como SA o etileno (Cerny et al 2018). Se ha observado que líneas de plantas transgénicas que presentan bajos niveles de H2O2 tienen una senescencia retardada (Bieker et al 2012). Plantas de tabaco, que sobreexpresan los transgenes cytsod y/o cytapx (codifican para SOD o APX citosólicas) además de ser más tolerantes al estrés hídrico, presentaron una senescencia retardada (ver figura 3). Estas plantas, además de presentar más actividad SOD y/o APX también mostraron niveles mayores de otras actividades antioxidantes, como catalasa, POX, etc…) (Faize et al 2011).

Planats tabaco transgenicas

Figura 3.- Plantas transformadas de tabaco que sobreexpresan genes antioxidantes. Se puede mostrar como las plantas transformadas tienen una clorosis retardada, a diferencia de los controles, donde las hojas basales ya están totalmente cloróticas.

Respuesta a estreses ambientales

Las hormonas relacionadas con respuesta a estrés (ABA, SA, JA y etileno) emplean H2O2 en sus cascadas de señalización (Saxena et al 2016). Igualmente, el H2O2 está implicado en respuestas de aclimatación y tolerancia a diferentes estreses. En este sentido, el pre-tratamiento de plantas o semillas con H2O2 aumenta la resistencia a diferentes estreses, incluyendo salinidad, estrés hídrico, estrés térmico, etc… (Hossain et al 2015).

CONCLUSIONES

El H2O2 es una molécula señalizadora y está conectada con la ruta de señalización de diferentes fitohormonas, actuando como segundo mensajero en respuesta a diferentes condiciones ambientales y modulando el crecimiento y el desarrollo vegetal.

Su efecto en el crecimiento depende de la dosis, lo que nos lleva a pensar en el H2O2 como un regulador del crecimiento, pero ¿podríamos decir que el H2O2 es una posible hormona?

El H2O2 es producido y degradado por la misma planta en respuesta a estímulos y puede ser percibido por proteínas especializadas, elicitando respuestas a bajas concentraciones (del orden de nM).

Sin embargo, el factor limitante del H2O2 para poder considerarlo como posible hormona reside en su transporte, ya que no puede moverse a largas distancias debido a su baja estabilidad y a la presencia de diferentes moléculas eliminadoras o secuestradoras (antioxidantes enzimáticos y no enzimáticos) de H2O2.

Sin embargo, el que se considere o no al H2O2 como una fitohormona no cambia para nada su importancia en el ciclo de vida de las plantas.

Bibliografía

Barba-Espin, G., Diaz-Vivancos, P., Clemente-Moreno, M.J., Albacete, A., Faize, L., Faize, M., Perez-Alfocea, F., Hernandez, J.A., 2010. Interaction between hydrogen peroxide and plant hormones during germination and the early growth of pea seedlings. Plant Cell Environ. 33 (6), 981–994.

Barba-Espin, G., Diaz-Vivancos, P., Job, D., Belghazi, M., Job, C., Antonio Hernandez, J., 2011. Understanding the role of H2O2 during pea seed germination: a combined proteomic and hormone profiling approach. Plant Cell Environ. 34 (11), 1907–1919.

Bieker, S.; Riester, L.; Stahl, M.; Franzaring, J.; Zentgraf, U. Senescence-specific Alteration of Hydrogen Peroxide Levels in Arabidopsis thaliana and Oilseed Rape Spring Variety Brassica napus L. cv. MozartF. J. Integr. Plant Biol. 2012, 54, 540–554.

Cerný M, Hana Habánová  Miroslav Berka, Markéta Luklová,Bretislav Brzobohatý (2018) Hydrogen Peroxide: Its Role in Plant Biology and Crosstalk with Signalling Networks. Int. J. Mol. Sci. 2018, 19, 2812; doi:10.3390/ijms19092812

Cheeseman, J.M. Hydrogen peroxide concentrations in leaves under natural conditions. J. Exp. Bot. 2006, 57, 2435–2444.

Consentino, L.; Lambert, S.; Martino, C.; Jourdan, N.; Bouchet, P.-E.;Witczak, J.; Castello, P.; El-Esawi, M.; Corbineau, F.; d’Harlingue, A.; et al. Blue-light dependent reactive oxygen species formation by Arabidopsis cryptochrome may define a novel evolutionarily conserved signaling mechanism. New Phytol. 2015, 206,1450–1462.

del Rio LA, Pastori GM, Palma JM, Sandalio LM, Sevilla F, Corpas FJ, Jiménez A, López-Huertas E, Hernández JA (1998) The activated oxygen role of peroxisomes senescence. Plant Physiol 116:1195–1200

Desikan, R.; Hancock, J.T.; Bright, J.; Harrison, J.; Weir, I.; Hooley, R.; Neill, S.J. A role for ETR1 in hydrogen peroxide signaling in stomatal guard cells. Plant Physiol. 2005, 137, 831–834.

Duan, Q.; Kita, D.; Johnson, E.A.; Aggarwal, M.; Gates, L.; Wu, H.-M.; Cheung, A.Y. Reactive oxygen species mediate pollen tube rupture to release sperm for fertilization in Arabidopsis. Nat. Commun. 2014, 5, 3129.

Faize M, Burgos L, Faize L, Piqueras A, Nicolas, E, Barba-Espin G, Clemente-Moreno MJ, Alcobendas R, Artlip T, Hernandez JA (2011) Involvement of cytosolic ascorbate peroxidase and Cu/Zn-superoxide dismutase for improved tolerance against drought stress. J Exp Bot 62: 2599-2613.

Ha, J.-H.; Kim, J.-H.; Kim, S.-G.; Sim, H.-J.; Lee, G.; Halitschke, R.; Baldwin, I.T.; Kim, J.-I.; Park, C.-M. Shoot phytochrome B modulates reactive oxygen species homeostasis in roots via abscisic acid signaling in Arabidopsis. Plant J. 2018, 94, 790–798.

Hardin, S.C.; Larue, C.T.; Oh, M.-H.; Jain, V.; Huber, S.C. Coupling oxidative signals to protein phosphorylation via methionine oxidation in Arabidopsis. Biochem. J. 2009, 422, 305–312.

Henzler, T.; Steudle, E. Transport and metabolic degradation of hydrogen peroxide in Chara corallina: Model calculations and measurements with the pressure probe suggest transport of H2O2 across water channels. J. Exp. Bot. 2000, 51, 2053–2066.

Hernández JA; Díaz-Vivancos P; Barba-Espín G, Clemente-Moreno MJ (2017) On the role of salicylic acid in plant responses to environmental stresses. In: Nazar R., Iqbal N., Khan N. (eds), Salicylic Acid: A Multifaceted Hormone. Springer, Singapore Pte Ltd. 2017, pp. 17-34.

Hossain M.A., Bhattacharjee S., Armin S -M., Qian P., Xin W., Li, H.-Y., et al. (2015) Hydrogen peroxide priming modulates abiotic oxidative stress tolerance: insights from ROS detoxification and scavenging.  Front. Plant Sci. 6:420.

Huan, C.; Jiang, L.; An, X.; Yu, M.; Xu, Y.; Ma, R.; Yu, Z. Potential role of reactive oxygen species and antioxidant genes in the regulation of peach fruit development and ripening. Plant Physiol. Biochem. 2016, 104, 294–303.

Hurr, B.M.; Huber, D.J.; Vallejos, C.E.; Lee, E.; Sargent, S.A. Ethylene-induced overproduction of reactive oxygen species is responsible for the development of water soaking in immature cucumber fruit. J. Plant Physiol. 2013, 170, 56–62.

Job C., Rajjou L., Lovigny Y., Belghazi M. & Job D. (2005) Patterns of protein oxidation in Arabidopsis seeds and during germination. Plant Physiology 138, 790–802.

Khokon MDAR, Okuma E, Hossain MA, Munemasa S, Uraji M, Nakamura Y, Mori IC, Murata Y (2011) Involvement of extracellular oxidative burst in salicylic acid-induced stomatal closure in Arabidopsis. Plant Cell Environ 34:434–443.

Kumar, V.; Irfan, M.; Ghosh, S.; Chakraborty, N.; Chakraborty, S.; Datta, A. Fruit ripening mutants reveal cell metabolism and redox state during ripening. Protoplasma 2016, 253, 581–594.

Liu, Y., Ye, N., Liu, R., Chen, M., Zhang, J., 2010. H(2)O(2) mediates the regulation of ABA catabolism and GA biosynthesis in Arabidopsis seed dormancy and germination. J. Exp. Bot. 61 (11), 2979–2990.

Lozano R.M., Wong J.H., Yee B.C., Peters A., Kobrehel K. & Buchanan B.B. (1996) New evidence for a role of thioredoxin h in germination and seedling development. Planta 200, 100–106.

Mangano, S.; Denita-Juarez, S.P.; Choi, H.-S.; Marzol, E.; Hwang, Y.; Ranocha, P.; Velasquez, S.M.; Borassi, C.; Barberini, M.L.; Aptekmann, A.A.; et al. Molecular link between auxin and ROS-mediated polar growth. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 2017, 114, 5289–5294.

Miura K, Okamoto H, Okuma E, Shiba H, Kamada H, Hasegawa PM, Murata Y (2013) SIZ1 deficiency causes reduced stomatal aperture and enhanced drought tolerance via controlling salicylic acid-induced accumulation of reactive oxygen species in Arabidopsis. Plant J 73:91–104

Sandalio, L.M.; Rodríguez-Serrano, M.; Romero-Puertas, M.C. Leaf epinasty and auxin: A biochemical and molecular overview. Plant Sci. 2016, 253, 187–193.

Saxena, I.; Srikanth, S.; Chen, Z. Cross Talk between H2O2 and Interacting Signal Molecules under Plant Stress Response. Front. Plant Sci. 2016, 7, 570.

Serrano, I.; Romero-Puertas, M.C.; Sandalio, L.M.; Olmedilla, A. The role of reactive oxygen species and nitric oxide in programmed cell death associated with self-incompatibility. J. Exp. Bot. 2015, 66, 2869–2876.

Su, C.; Liu, L.; Liu, H.; Ferguson, B.J.; Zou, Y.; Zhao, Y.; Wang, T.; Wang, Y.; Li, X. H2O2 regulates root system architecture by modulating the polar transport and redistribution of auxin. J. Plant Biol. 2016, 59, 260–270.

Winterbourn, C.C. Biological Production, Detection and Fate of Hydrogen Peroxide. Antioxid. Redox Signal. 2017, 29, 541–551


Deja un comentario

Environmentally friendly strategies against Plum pox virus: Effect of PPV infection on the salicylic acid biosynthetic pathway from mandelonitrile in peach

José A. Hernándeza; Pedro Díaz-Vivancosa,b
aBiotechnology of Fruit Trees Group, Dept. Plant Breeding, CEBAS-CSIC, Campus Universitario de Espinardo, 25. 30100 Murcia (Spain). bDepartment of Plant Biology, Faculty of Biology, University of Murcia, Campus de Espinardo, E-30100 Murcia, Spain.

In a previous work, we reported that the cyanogenic glycosides (CNglcs) pathway can be involved in a new salicylic acid (SA) biosynthetic pathway in peach, with mandelonitrile (MD) linking both pathways (Diaz-Vivancos et al. 2017). In this pathway, MD acts as an intermediary molecule between CNglcs turnover and SA biosynthesis (Diaz-Vivancos et al. 2017). The plant hormone SA plays multiple roles in plants and acts as an endogenous signal mediating plant defense responses against both biotic and abiotic stimuli. In that regards, we study the effect of MD and phenylalanine (Phe), a known SA-precursor, treatments on stress-related plant hormone contents [(SA, abscisic acid (ABA), and jasmonic acid (JA)] and symptomatology in Plum pox virus-infected peach seedlings.

            The PPV-infected peach seedlings were treated with 1 mM MD or Phe for six weeks and then submitted to an artificial rest period again, which was necessary to ensure the later multiplication of the virus. Samples were taken six weeks after the second artificial rest period; the seedlings were inspected for sharka symptoms and were irrigated with either 1 mM MD or Phe during these six weeks. For all the conditions, 12 seedlings were assayed, and another 12 plants were kept as control.

            In PPV-infected seedlings, an increase of about 1.5-fold in total SA content was observed in control and MD- and Phe-treated plants due to the infection (Fig.1), suggesting that the SA biosynthetic pathway from MD is also functional under biotic (Plum pox virus infection) stress conditions, although the contribution of this pathway to the total SA pool does not seem to be important under such condition. We also analyzed the effect of MD and Phe treatments on abcisic (ABA) and jasmonic acids (JA) levels in control and PPV-infected seedlings. The MD treatment produced a drop in ABA levels in control plants. However, PPV-infection induced an increase in ABA content in MD-treated plants, whereas JA levels strongly increased by both MD and Phe treatments (Fig 1).

Fig 1 color

Figure 1.- Total ABA , JA and SA levels in the leaves of peach seedlings grown in the presence or absence of MD or Phe submitted PPV infection . Data represent the mean ± SE of at least five repetitions of each treatment. Different letters indicate significant differences according to Duncan’s test (P≤0.05).

            Regarding PPV symptoms, venal chlorosis and leaf deformation were observed in non-treated seedlings. The mean intensity of PPV symptoms observed in non-treated plants, around 3.0 on a scale of 0 to 5, confirmed the high susceptibility described for this cultivar. Both MD and Phe treatments reduced the severity of symptoms, although Phe in a lesser extent than MD (Fig 2). This response correlated with higher levels of SA and JA in peach leaves, as well as with enhanced ABA levels in MD-treated seedlings.

 

Fig 2 color

Fig. 2.- Phenotypic scoring for evaluating sharka symptoms in peach seedlings. Data represent the mean ± SE of at least 10 repetitions. Different letters indicate significant differences according to Duncan’s test (P≤0.05).

            As a conclusion, based on our previous results suggesting that the CNgls pathway can be involved in SA biosynthesis via MD, we have found evidences that this new SA biosynthetic pathway also works also under stress conditions. These data suggest that SA biosynthesis from MD could have a positive effect in the response of peach plants to PPV infection, reducing Sharka symptomatology, even though that the contribution of this pathway to the total SA pool does not seem to be relevant.

For more information, please see: Euphresco_success_story_Epi-PPV_2

Project ID: 2015-E-147 Determine different Plum pox virus strains in wild hosts and in stone fruit cultivars with different susceptibility as a part of improved control and surveillance strategies


Deja un comentario

LA EVOLUCIÓN DEL METABOLISMO DE LAS ESPECIES REACTIVAS DEL OXÍGENO (Parte II)

Red de Regulación Génica por ROS

Un trabajo reciente revisa la aparición de la red de regulación génica por especies reactivas del oxígeno (ROS) en organismos. Según los autores (Inupakulika et al 2016), esta red se originó hace unos 3500-4100 millones de años, previo al gran evento de oxidación que tuvo lugar tras la aparición de las cianobacterias en el planeta Tierra.

La red de regulación génica por ROS incluye a todos aquellos genes que codifican proteínas que detoxifican ROS como a proteínas que producen ROS. En Arabidopsis esta red génica parece estar compuesta por 150 genes, e incluye (Mittler et al 2004):

  • Genes que codifican Fe-, Mn-, y Cu,Zn-SODs [secuestradores de radicales superóxido (O2.-)].
  • Ascorbato peroxidasas (APXs), Catalasas (CATs), glutatión peroxidasas (GPXs), peroxirredoxinas (PRXR) y otras peroxidasas, que secuestran H2O2.
  • Monodeshidroascorbato reductasa (MDHAR), Deshidroascorbato reductasa (DHAR) y Glutatión Reductasa (GR), que participan en el reciclaje de las formas reducidas del ascorbato (ASC) y del glutatión (GSH), usados en la eliminación de O2.- y H2O2.
  • Tiorredoxinas y glutarredoxinas, que participan en reacciones redox
  • NADPH oxidasas, incluyendo las RBOHs (Respiratory burst oxidase homologs). Se han descrito 10 RBOHs en Arabidopsis
  • Diferentes enzimas que generan ROS: xantina oxidasas, glicolato oxidasas, oxalato oxidasas.
  • Proteínas relacionadas con la síntesis de moléculas antioxidantes (ASC, GSH, α-tocoferol, carotenoides, flavonoides y otros compuestos fenólicos.
  • Proteínas y enzimas que controlan los niveles de Fe en las células (el Fe2+ puede reaccionar con H2O2 para formas radicales hidroxilo (.OH) (reacción de Fenton). Proteínas tales como la ferritina, sistemas de absorción de Fe, proteínas Fe-S son importantes para evitar que exista Fe libre, por lo que son muy importantes para proteger frente a la formación de ROS.
  • Proteínas y factores de transcripción implicados en el metabolismo de ROS.

Es posible que el número de genes de la red de regulación génica por ROS pueda exceder de 250-300 si se tiene en cuenta también genes de regulación, biosíntesis, reparación degradación, absorción y genes reparadores (Mittler et al 2004).

Fig 4 ciclo ASC-GSH

 Ciclo Ascorbato-Glutatión (ASC-GSH) presente en diferentes compartimentos celulares en células vegetales.

sod

Reacción enzimáticas de las SODs

 

Bibliografía

Inupakutika MA, Sengupta S, Devireddy AR, Azad RK, and Mittler R (2016) The evolution of reactive oxygen species metabolism. J.  Exp. Bot. 21, 5933–5943.

Mittler R, Vanderauwera S, Gollery M, Van Breusegem F. 2004. Reactive oxygen gene network of plants. Trends in Plant Science 9, 490–498.


Deja un comentario

LA EVOLUCIÓN DEL METABOLISMO DE LAS ESPECIES REACTIVAS DEL OXÍGENO (Parte I)

(José A. Hernández Cortés, Grupo de Biotecnología de Frutales, CEBAS-CSIC)

Las especies reactivas del oxígeno (ROS; O2.-, H2O2, .OH, 1O2) son formas parcialmente reducidas o excitadas del oxígeno atmosférico que pueden reaccionar con diferentes componentes celulares, incluyendo macromoléculas esenciales, como proteínas, lípidos o el ADN. En plantas, los principales compartimentos generadores de ROS son (Corpas 2015; Mignolet-Spruyt et al 2016):

  • los cloroplastos, que principalmente produce O2.-, H2O2, .y 1O2 como subproductos de la fotosíntesis;
  • las mitocondrias, que principalmente produce O2.- y H2O2, como subproductos de la respiración;
  • los peroxisomas, que principalmente producen H2O2 como subproducto de la fotorrespiración y de la β-oxidación de ácidos grasos, y O2.- como subproducto del metabolismo de las purinas;
  • y el apoplasto, que produce O2.- y H2O2 como moléculas señalizadoras por la acción de las NADPH oxidasas (denominadas también RBOH, respiratory burst oxidase homolog), peroxidasas y supexóxido dismutada (SOD).

 

Principales productores de ROS

Principales compartimentos generadores de ROS en las células vegetales. Modificado a partir de Hernández et al 2016

 

Aunque las ROS son consideradas como subproductos tóxicos del metabolismo aerobio que deben ser eliminados para prevenir daños celulares, estudios recientes han demostrado que las ROS son empleadas como moléculas señalizadoras, y que incluso es necesario un nivel basal de ROS para sustentar la vida (Mittler 2016). En este sentido, los niveles de ROS han de mantenerse por debajo de un nivel citotóxico, de modo que le permita funcionar de forma segura como moléculas traductoras de señales que puedan mediar diferentes procesos en las células, incluyendo la regulación de rutas metabólicas, procesos fisiológicos tales como el control del cierre estomático, activación de respuestas de aclimatación a estreses abióticos, o de respuesta frente a patógenos, activación de programas de desarrollo y la coordinación de respuestas sistémicas frente a estimulas ambientales (Revisado en Inupakutika et al 2016).

Debido a que las ROS pueden afectar el estado de oxidación de muchas proteínas (oxidando residuos de Cys o de Met), pueden alterar su función y afectar la actividad de varias cascadas de fosforilación, así como a factores de transcripción y de otras proteínas reguladoras. Este proceso se denomina ‘biología redox’ actuando como un sistema de comunicación entre ROS y los diferentes procesos biológicos que controlan.

La producción de ROS está muy unida a cambios en los niveles celulares de Ca2+, a la función de diferentes receptores, hormonas vegetales, eventos de fosforilación etc…Todo ello lleva a pensar que la vida en la tierra probablemente evolucionó en presencia de las ROS (Mittler 2016¸ Inupakutika et al 2016). Por lo tanto, es muy probable que ROS aparecieran en la Tierra junto con las primeras moléculas de oxígeno atmosférico hace unos 2.400 a 3.800 millones de años, siendo un compañero constante de la vida aeróbica desde entonces (Mittler 2016).

 

Bibliografía

Corpas FJ (2015) What is the role of hydrogen peroxide in plant peroxisomes? Plant Biology 17 1099–1103.

Hernández et al (2016) Oxidative stress and antioxidative responses in plant-virus interactions. Physiol Mol Plant Pathol 64, 134-148.

Inupakutika MA, Sengupta S, Devireddy AR, Azad RK, and Mittler R (2016) The evolution of reactive oxygen species metabolism. J.  Exp. Bot. 21, 5933–5943.

Mignolet-Spruyt et al (2016) Spreading the news: subcellular and organellar reactive oxygen species production and signaling. J. Exp. Bot. 67, 3831–3844.

Mittler R (2016) ROS Are Good. Trends in Plant Science, January 2017, Vol. 22, 11-19.


Deja un comentario

LA FOTOSINTESIS: ORIGEN

José A. Hernández 

La teoría de la evolución más aceptada de Oparin-Haldane, sugiere  que las primeras células eran heterótrofas y que evolucionaron en las condiciones de atmósfera reducida (ausencia de oxígeno) existentes en la Tierra en ese momento. Estos simples organismos heterótrofos eran unicelulares y sobrevivían a partir de compuestos orgánicos presentes en el fondo oceánico. A medida que la materia orgánica comenzó a agotarse, las células evolucionaron gradualmente de ser heterótrofas a autótrofas. Este cambio permitió a las células utilizar compuestos químicos o la luz solar para sintetizar su propia materia orgánica para nutrirse. Estos nuevos organismos necesitaban únicamente compuestos inorgánicos, como el CO2, y una fuente de energía externa que les ayudara a transformarlos en compuestos orgánicos, fundamentalmente azúcares. Los primeros organismos autótrofos empleaban compuestos químicos que encontraban cerca de las chimeneas volcánicas (fumarolas), como el H2S, NH3, el Fe2+ (quimiosíntesis). Hace unos 3.500-3.200 millones de años ya habían colonizado zonas situadas más cerca de la superficie y allí encontraron una nueva fuente de energía para fabricar sus nutrientes: la luz del sol. La fotosíntesis había nacido. Hace 2.800 millones de años un grupo de bacterias llamadas cianobacterias desarrolló la habilidad de emplear el agua como donante de electrones en la fotosíntesis para elaborar sus nutrientes. Y como consecuencia de su actividad, comenzaron a emitir a la atmósfera el gas más tóxico y letal que existe: el Oxígeno, que es en sí mismo un radical libre pudiendo aceptar electrones de uno en uno favoreciendo la aparición de especies reactivas del oxígeno (ROS). Para más información: (https://cienciacebas.wordpress.com/2012/10/23/origen-del-oxigeno-en-la-atmosfera-terrestre-un-necesidad-para-vivir-una-amenaza-para-los-organismos-vivos/), y https://cienciacebas.wordpress.com/2012/11/05/especies-reactivas-del-oxigeno-amigos-o-enemigos/.

Las cianobacterias, mediante un proceso de endosimbiosis,  fueron las precursoras de los cloroplastos, permitiendo la evolución del Reino Plantae. El reino de las plantas engloba tres grupos de organismos fotosintéticos: Plantas y Algas Verdes (Chlorobionta), Algas Rojas (Rhodophyta) y Glaucófitos (Glaucophyta). Los tres grupos poseen plastidios (cloroplastos) derivados de una endosimbiosis primaria, es decir, mediante la adquisición de un organismo procariota y la posterior reducción de su genoma. Estudios moleculares basados en genes plastidiales y en la organización genómica de los plastidios corroboran la monofilia de este grupo y relacionan los plastidios con las cianobacterias (Ruiz-Trillo 2012). Probablemente, el origen de los plastos primarios por endosimbiosis esté asociado estrechamente al origen del linaje Plantae. La endosimbiosis se define como una asociación interespecífica en el cual uno de los simbiontes reside en el interior (endosimbionte) del otro (hospedador).

Este hecho indicaría que la fotosíntesis tiene un origen único y común en los eucariotas. Estudios moleculares señalan el origen de las plantas verdes (Chlorobionta o Viridiplantae) en la era Precámbrica, hace alrededor de 1000 millones de años, si bien se han encontrado fósiles anteriores (de hace 1400 millones de años) que podrían ser atribuidos a ancestros de los clorobiontes (Pedroche 2012).

Podemos definir el término clorobionte [del griego khloros (verde claro) y bion (vivir)] como seres con núcleo (eucariotas), autótrofos fotosintéticos caracterizados por la presencia de plastos envueltos por una doble membrana, con tilacoides compactos, presencia de clorofila a y b y con almidón intraplastidial como producto de reserva, células móviles con la presencia de dos flagelos (Pedroche 2012).

Las plantas, como organismos sésiles autótrofos, son capaces de captar energía luminosa y convertirla en energía química, que será usada como fuente de carbono. Por lo tanto, el proceso de fotosíntesis se define como la síntesis de carbohidratos por parte de las plantas verdes o por organismos pigmentados usando CO2 y agua para liberar Oxígeno molecular (O2) en presencia de luz solar.

Imagen1

Gracias al proceso de fotosíntesis es posible la vida en la tierra, ya que la vida se basa en este importante proceso, de modo que sin fotosíntesis NO habría vida, al menos como hoy la conocemos. La importancia y relevancia de este proceso en la comunidad científica es tan obvio que ha habido 10 premios Nobel a investigadores en el área de Química que han contribuido a un mejor conocimiento de la Fotosíntesis.

Premios nobel fotosintesis

Representación esquemática que representa las contribuciones significativas de los premios Nobel del campo de la fotosíntesis. Fuente: Wungrampha  et al 2018

Richard Willstatter (1915): Purificó la clorofila a y b

Hans Fischer (1930): Identificó la estructura molecular de las porfirinas, estructuras compartidas entre la clorofila y la hemoglobina.

Paul Karrer (1937): Identificó la estructura química de los carotenoides, vitamina A y C.

Richard Kuhn (1938): Descubrió los α, β, y γ-carotenos.

Melvin Calvin (1961): Describió la ruta de fijación del CO2 (Ciclo de Calvin–Benson–Bassham).

Robert Woodword (1965): Sintetizó la clorofila, la quinina, el colesterol, la cefalosporina y la colchicina.

Peter Mitchell (1978): Descubrió el mecanismo quimiostático de la síntesis del ATP.

Rudolph Marcus (1992): formuló las reacciones de tasa de transferencia de electrones (Marcus theory).

Robert Huber, Hartmut Michael, y Johann Dissenhofer (1988): Cristalizaron los complejos colectores de luz y el centro de reacción en Rhodobacter.

Paul Delos Boyer, John Ernest Walker y Jens Christian Skou (1997): Descubrieron la ATP sintasa, enzima responsable de la síntesis de ATP.

           Las contribuciones de todas estas investigaciones hizo posible poder conocer mejor el proceso de fotosíntesis. Sin embargo, queda todavía mucho para entender mejor dicho proceso con el fin de mejorar su rendimiento y la producción de alimentos. Esto adquiere una especial importancia si pensamos que la población humana podría superar los 9000 millones para 2050 y que cada vez habrá menos suelo disponible y menos agua para cultivar. Se prevé que para ese momento (año 2050), además de más población, tendremos unos 50 millones de hectáreas menos para dedicarlas al cultivo debido a las condiciones medioambientales, incluyendo la mayor salinización de suelos,  menos disponibilidad de agua y la aparición de nuevas plagas, entre otros problemas.

Bibliografía

Wungrampha S, Joshi R, Singla-Pareek SL, Areek A (2018) Photosynthesis and salinity: are these mutually exclusive? Photosynthetica Vol 56 (en prensa).

Pedroche FF (2012) Clorobiontes. En: El Árbol de la Vida: Sistemática y evolución de los seres vivos. Pablo Vargas y Rafael Zardoya (Eds.) Madrid ISBN 97-84-615-9740-6.

Ruiz-Trillo I (2012) Eucariotas. En: El Árbol de la Vida: Sistemática y evolución de los seres vivos. Pablo Vargas y Rafael Zardoya (Eds.) Madrid ISBN 97-84-615-9740-6.

 

Jose A Hernandez Dic 2017RecJosé A. Hernández es Investigador Científico del Grupo de Biotecnología de Frutales (CEBAS-CSIC)


Deja un comentario

DESCUBIERTA UNA NUEVA RUTA DE SÍNTESIS DE ÁCIDO SALICÍLICO EN MELOCOTONERO

Investigadores del Grupo de Biotecnología de Frutales del CEBAS-CSIC han identificado una nueva ruta de biosíntesis de ácido salicílico (SA) en plantas de melocotonero (Prunus persica). El SA es una hormona vegetal muy importante para las plantas  ya que regula las respuestas a estrés ambiental y muchos otros procesos biológicos como crecimiento y desarrollo, germinación de semillas, producción, etc. A pesar de su importancia, la ruta de biosíntesis de SA en plantas no se ha caracterizado por completo.

En este trabajo, mediante técnicas metabolómicas y bioquímicas, estos investigadores han proporcionado evidencias que demuestran que la ruta de los glucósidos cianogénicos (metabolitos secundarios que desempeñan variadas funciones en las plantas, como es el hecho de que sean responsables del amargor de las almendras) está implicada en la biosíntesis de SA en plantas de melocotonero.

Hasta ahora, se aceptaba la existencia de dos rutas para la biosíntesis de SA en plantas: la ruta del isocorismato y la ruta de la fenilalanina (Phe) amonio-liasa (PAL). La nueva ruta descrita en plantas de melocotonero se puede considerar una tercera vía de síntesis de SA alternativa a la ruta PAL, ya que ambas rutas se inician con el aminoácido Phe.

Fig 1

Ruta de síntesis del ácido salicílico a partir de la ruta de los glucósidos cianogénicos en plantas de melocotonero

 

El trabajo, dirigido por el Dr. Pedro Diaz Vivancos, lo han llevado a cabo los investigadores Dra. Agustina Bernal Vicente, Dr. Cesar Petri, Daniel Cantabella, Dr. José A. Hernández y el propio Dr. Pedro Díaz Vivancos. Este estudio fue financiado por el proyecto AGL2014-52563-R del Ministerio de Economía y Competitividad. Los resultados han sido recientemente aceptados para su publicación en la prestigiosa revista Plant & Cell Physiology, situada en la posición 16 de 212 revistas científicas en el área de “Plant Sciences”

(https://academic.oup.com/pcp/advance-article/doi/10.1093/pcp/pcx135/4222594).